Herramientas diagnósticas en virología

01El principio rectorviremia primero, anticuerpos después

Directos contra indirectos

Métodos directos — detectan al agente o sus componentes: el genoma por NAAT (PCR/RT-PCR), proteínas por detección de antígeno (NS1, p24) y virus viable por cultivo. Rinden durante la viremia y la replicación: los primeros días de enfermedad.
Métodos indirectos — detectan la respuesta del huésped: IgM, IgG, seroconversión (aumento ≥4× del título en sueros pareados) y neutralización (PRNT). Llegan tarde por diseño: la IgM aparece hacia el día 5–7 y la IgG después; son pruebas retrospectivas que confirman, no pruebas de la fase aguda.
Consecuencia operativa: la pregunta correcta no es «¿qué prueba pido?» sino «¿en qué día de enfermedad estoy?». La misma prueba que confirma el día 3 (PCR de dengue) es inútil para descartar el día 10, y la IgM que confirma el día 7 es un falso negativo esperado el día 2.

La ventana diagnóstica del VIH: el ejemplo límite

Tras la exposición, los marcadores aparecen en cascada y cada prueba tiene su propia ventana (CDC 2025): NAT (RNA): 10–33 días · Ag/Ab de 4.ª generación en sangre venosa: 18–45 días · prueba de anticuerpos: 23–90 días. La base experimental son los paneles seriados de seroconversores: el RNA precede al p24 y el p24 al anticuerpo (Fiebig, PMID:12960819; Delaney, PMID:27737954). De ahí la regla clínica: una prueba de anticuerpos negativa en el síndrome retroviral agudo no descarta VIH — se pide NAT o se repite el Ag/Ab a las semanas.

Figura 1. Cinética genérica de una infección viral aguda: la viremia y el antígeno dominan la primera semana; la IgM positiviza hacia el día 5 y la IgG llega después y persiste. Cada método solo es útil dentro de su ventana.

Método	Qué detecta	Cuándo rinde	Ejemplo
NAAT (PCR/RT-PCR)	Genoma del virus	Desde el día 1–2, mientras haya replicación	Dengue días 1–5; VHS en LCR días 3–10 (S 96–98 %)
Antígeno	Proteínas virales	Ventana corta al inicio, con carga alta	NS1 de dengue días 0–7; p24 del VIH (18–45 días)
Cultivo	Virus viable	Viremia temprana; exige laboratorio especializado	Enterovirus en LCR: S 65–75 % vs >95 % de la NAAT — hoy desplazado
IgM	Respuesta humoral temprana	~Día 5 en adelante; persiste semanas a meses	IgM en LCR para WNV; antes del día 4–5 una IgM negativa no descarta dengue
IgG / seroconversión	Memoria inmune	Tardía; diagnóstico retrospectivo con pares (≥4×)	IgG sola = infección pasada, no aguda
PRNT	Anticuerpos neutralizantes específicos	Confirmación tardía, laboratorio de referencia	Resuelve la reactividad cruzada entre flavivirus (dengue/zika/WNV)

Errores frecuentes

Pedir IgM demasiado pronto: una IgM anti-dengue del día 2 negativa no descarta nada; si la sospecha persiste, se repite después del día 4–5.
Pedir PCR demasiado tarde: una RT-PCR de dengue del día 8 negativa tampoco descarta; la viremia ya cedió y la prueba correcta era la IgM.
Descartar VIH con una prueba de anticuerpos en el cuadro agudo: su ventana llega hasta 90 días; corresponde NAT o Ag/Ab seriado.
Leer una IgG positiva aislada como infección aguda: la IgG documenta exposición previa; lo agudo se prueba con IgM, seroconversión ≥4× o detección directa.

Fuentes: apuntes research A1 (métodos, wiki), A4 (fichas RNA), B5 (arbovirus) y B6 (retrovirus; ventanas VIH CDC 2025). PMIDs clave: PMID:12960819 · PMID:27737954.

02Ácidos nucleicos: PCR, RT-PCR y multiplexel estándar moderno

Qué amplifica y qué significa

La PCR amplifica exponencialmente una diana específica del genoma viral mediante ciclos repetidos de desnaturalización (~95 °C) → alineamiento de primers (50–65 °C) → extensión (72 °C); cada ciclo duplica la diana. Para los virus RNA se antepone una transcriptasa inversa (RT-PCR).
En la PCR en tiempo real la fluorescencia se mide en cada ciclo y el resultado se reporta como Ct (ciclo en que la curva cruza el umbral): a menor Ct, mayor carga inicial. El Ct es ordinal y plataforma-dependiente — no es una carga viral (IDSA/AMP lo desaconsejan).
La diana se elige en una región conservada del genoma: las mutaciones en la zona de apareamiento de los primers producen falsos negativos (el VIH, con su RT sin corrección de pruebas, es el modelo de variabilidad); la contaminación cruzada produce falsos positivos, y los inhibidores de la muestra (hemoglobina en LCR traumático, heparina) falsos negativos.

PCR positiva no es sinónimo de enfermedad

La NAAT detecta ácidos nucleicos, no viabilidad: el RNA de SARS-CoV-2 persiste una mediana de 17 días en vía alta (hasta 83) sin que ningún estudio aislara virus viable más allá del día 9 (PMID:33521734).
Latencia: los herpesvirus guardan su genoma en células del huésped; la sangre total (con DNA intracelular latente) sobreestima la viremia — en CMV se mide en plasma.
ciHHV-6: ~1 % de la población porta el HHV-6 integrado en el cromosoma de cada célula → PCR siempre positiva con cargas altas y constantes que simulan encefalitis. Se confirma con PCR digital: razón virus/célula = 1 (PMID:24594780) o buscando el DNA en uñas y folículo piloso.
Colonización y excreción residual: los paneles de heces y vía respiratoria detectan portadores asintomáticos; el bocavirus aparece con detección múltiple en hasta 83 % de las muestras pediátricas (PMID:26441386). Positivo ≠ causal.

Paneles multiplex sindrómicos

Los cartuchos FilmArray (y equivalentes) integran extracción, RT-PCR anidada y detección: respiratorio (~22 dianas, ~45 min), gastrointestinal (22 dianas, ~1 h) y meningitis/encefalitis (14 dianas desde 200 µL de LCR, ~1 h). Dos precisiones que se caen en examen:

El «~95 %» que reportan las evaluaciones multicéntricas es concordancia (PPA/NPA) frente a otro método molecular, no sensibilidad formal frente a un estándar de oro (PMID:29593057; PMID:29212701; PPA viral 85.1–95.1 % en ePlex).
La coinfección aparece en 10–30 % de los positivos: no todo lo detectado explica el cuadro. Y un panel de LCR negativo no descarta meningitis/encefalitis: quedan fuera arbovirus (WNV, dengue, zika), JC virus, rabia, sarampión, MTB, Treponema y Borrelia.

Figura 2. El ciclo de la PCR (izquierda) duplica la diana en cada vuelta; en tiempo real (derecha) la curva cruza el umbral antes cuanta más carga inicial haya: Ct bajo = mucha diana, Ct alto = poca.

Escenario / virus	Muestra y prueba	Rendimiento y matiz
Encefalitis por VHS-1/2	LCR: PCR dirigida (gen UL30/gB)	S 96–98 %, E >99 % (estándar que reemplazó a la biopsia, PMID:7706811). Pero solo 70–80 % en las primeras 24 h: si es negativa con sospecha alta, repetir a las 48–72 h sin suspender aciclovir.
Meningitis por enterovirus	LCR: RT-PCR (o panel ME)	El resultado positivo acorta estancia (mediana 42 vs 71.5 h) y antibióticos IV (2.0 vs 3.5 días) en pediatría (PMID:10819951). El cultivo solo rinde 65–75 %.
Sepsis/meningitis neonatal por parechovirus	Sangre + LCR: RT-PCR en ambos	77 % de los LCR positivos no tienen pleocitosis; 24 % de los casos solo se detectan en sangre y 4 % solo en LCR → mandar los dos sitios (PMID:33045237).
Leucoencefalopatía multifocal (JCV)	LCR: PCR de JCV	La detección cayó de 89.5 % (era pre-TAR) a 57.5 % (era TAR): la recuperación inmune baja la carga en LCR; si la clínica y la RM son típicas, la biopsia confirma (PMID:16081969).
CMV / HHV-6 con enfermedad tisular	Biopsia + inmunohistoquímica	La colitis o esofagitis por CMV puede cursar sin viremia; PCR plasmática negativa no la descarta. En HHV-6, solo la carga alta o en ascenso orienta (latencia y ciHHV-6 contaminan la interpretación).
Sarcoma de Kaposi / HHV-8	Biopsia de lesión: IHQ para LANA (PCR en sangre solo de apoyo)	La confirmación es histológica: LANA nuclear en células fusiformes. La PCR en sangre es poco sensible por la viremia baja y la serología (LANA/K8.1) no está estandarizada ni aprobada por la FDA; la carga viral solo rinde en la Castleman multicéntrica (hasta 10⁴–10⁵ copias, donde sigue la actividad de la enfermedad).
Mpox	Hisopado vigoroso de lesión, exudado o costra: PCR	Prueba de elección (OMS 2024). Muestrear solo la lesión cutánea pierde 8 % de los casos → añadir faríngeo ± anorrectal según exposición (PMID:36688279).
Rabia intra vitam	Biopsia de piel de nuca (con folículos) + saliva seriada: RT-PCR	Nuca: S ≥98 % y E 100 % sin importar el día; en saliva la excreción es intermitente y exige ≥3 muestras sucesivas para llegar a 100 % (PMID:18937576).
Ébola / Marburg	Sangre total con EDTA: RT-PCR (solo laboratorio de referencia)	Positiva desde ~3 días de síntomas; un negativo antes de las 72 h no descarta — si la sospecha persiste, se repite manteniendo el aislamiento (regla CDC).
Dengue, días 1–5	Suero: RT-PCR multiplex	Confirma y serotipifica. Después del día 5–7 una PCR negativa ya no descarta: cambiar a IgM/NS1 según el día.
Zika	RT-PCR en suero + orina (± semen)	Mediana de persistencia del RNA: suero 14 días, orina 8 días, semen 34 días (PMID:28195756); muestrear suero y orina juntos en los primeros 7–14 días.
SARS-CoV-2	Nasofaringe/narinas: RT-PCR (genes N, S, E, ORF1)	Estándar. Permanece positiva semanas sin virus viable (mediana 17 días de shedding; nada viable >día 9, PMID:33521734). El Ct no es carga viral ni marcador de contagiosidad.
Influenza hospitalizada	Hisopado nasofaríngeo: RT-PCR o panel multiplex	La guía IDSA prefiere molecular sobre antígeno en hospitalizados (PMID:30566567). En SDRA con hisopado negativo, muestrear vía baja (aspirado/BAL) antes de descartar.
Norovirus y brotes de gastroenteritis	Heces: RT-qPCR o panel GI multiplex	La RT-qPCR detecta 10–100 copias de RNA; el panel FilmArray GI rindió S 100 % en 12/22 dianas y ≥94.5 % en 7/22, E ≥97.1 % (PMID:25588652). La excreción postinfecciosa exige correlación clínica.
Parvovirus B19 agudo	Suero: PCR cuantitativa (UI/mL)	Viremia >10⁹ UI/mL en la infección aguda; <10⁴ UI/mL probablemente no es infeccioso (umbral de seguridad transfusional, PMID:12037048) y sugiere DNAemia residual.
Hepatitis E en inmunodeprimido	Sangre: RNA-VHE	La serología puede ser falsamente negativa: el RNA es la prueba de primera línea en trasplantados (EASL 2018, PMID:29609832).
HTLV-1/2 con inmunoblot indeterminado	PCR de DNA proviral en mononucleares	Resuelve los Western blot indeterminados y diferencia HTLV-I de HTLV-II (PMID:1917135). No existe «carga viral en plasma»: se mide carga proviral celular.
Poliovirus (vigilancia de parálisis flácida aguda)	2 muestras de heces (<14 días): cultivo en L20B + RT-PCR intratípica + secuenciación de VP1	La línea L20B (receptor CD155) tiene selectividad ~91 % (PMID:23427441); la secuencia de VP1 distingue virus salvaje de derivado de vacuna (VDPV) y mapea la transmisión.

Errores frecuentes

Usar el Ct como carga viral o comparar Ct entre plataformas: los umbrales de fluorescencia y los ciclos de corte varían entre equipos (IDSA/AMP).
Declarar «encefalitis por HHV-6» por un panel de LCR positivo sin descartar ciHHV-6 (~1 % de la población): confirmar con PCR cuantitativa alta y constante o PCR digital con razón virus/célula = 1.
Dar por descartada una meningitis con un panel ME negativo: JC virus, arbovirus, rabia, sarampión y MTB quedan fuera del cartucho.
Tomar cada diana positiva del panel como causal: con 10–30 % de coinfección hay que decidir clínicamente cuál explica el cuadro (colonización, excreción residual, portación).
Descartar ébola o dengue con una PCR tomada fuera de ventana (<72 h en ébola; >día 5–7 en dengue).

Fuentes: apuntes research A1 (NAAT y multiplex, wiki), A3/A4 (fichas), B2 (respiratorios), B3 (GI/LCR/polio), B4 (JCV, B19, ciHHV-6), B5 (ébola), B6 (rabia, mpox, HTLV), B7 (métodos). PMIDs clave: PMID:7706811 · PMID:10819951 · PMID:33045237 · PMID:16081969 · PMID:36688279 · PMID:18937576 · PMID:28195756 · PMID:33521734 · PMID:29593057 · PMID:25588652 · PMID:24594780 · PMID:1917135 · PMID:23427441.

03Carga viral cuantitativacuánto hay, no solo si está

De la curva estándar al número

La qPCR cuantitativa corre en paralelo estándares de concentración conocida y convierte el Ct de la muestra en un número: copias/mL. El problema histórico: las copias/mL sin calibrar no son comparables entre laboratorios.
La solución son los Estándares Internacionales de la OMS (NIBSC): el reporte pasa a UI/mL — CMV (NIBSC 09/162, PMID:27179913) y parvovirus B19 (NIBSC 99/802, PMID:21988191) son los modelos. Aun así persiste una variabilidad interlaboratorio de ~0.5 log₁₀: en el seguimiento no se cambia de laboratorio.
La matriz importa: en CMV el plasma EDTA es la muestra de viremia; la sangre total arrastra DNA intracelular latente y sobreestima la carga. Las matrices no son intercambiables en una serie de monitoreo.

Pensar en log₁₀

La escala es logarítmica: un cambio de <0.5 log₁₀ cabe en la variabilidad del ensayo — es ruido, no respuesta ni progresión. Lo significativo es un cambio ≥1 log₁₀ o la tendencia seriada.
La cinética vale más que el valor aislado: en CMV post-trasplante, la duplicación en <1 semana (+1 log₁₀ en 7 días) define replicación activa aunque el valor absoluto sea bajo.
Respuesta al tratamiento: en CMV se exige una caída ≥1 log₁₀ a las 2 semanas; si no ocurre, genotipificar resistencias (UL97/UL54).

Umbrales que cambian conducta

La carga viral justifica su costo cuando cruza un umbral operativo que dispara una decisión: VHB 2 000 / 20 000 / 200 000 UI/mL (portador inactivo, indicación de tratamiento, profilaxis con TDF en el embarazo), BKV >10⁴ copias/mL (nefropatía probable), CMV preemptive (iniciar antiviral antes de la enfermedad) y la meta indetectable del VIH bajo TAR. Fuera de esos umbrales, un número aislado sin clínica es solo un número.

Figura 3. La carga viral se lee en escala log₁₀ y en serie: lo que cambia la conducta es cruzar un umbral operativo (líneas punteadas), no el valor aislado. La banda ±0.5 log₁₀ recuerda el ruido analítico incluso con estándar OMS.

Escenario / virus	Muestra y prueba	Rendimiento y matiz
VIH: infección aguda o algoritmo discordante	Plasma: RNA cuantitativo	Positiva desde ~día 10; en la aguda las cifras son muy altas (>10⁵ cop/mL). Un valor bajo aislado (<10 000) obliga a repetir: sospechar falso positivo.
VIH: monitoreo del TAR	Plasma: basal, 4–8 sem tras iniciar, cada 3–4 meses hasta supresión, luego cada 6 meses	Meta indetectable (límite del ensayo ~<40 cop/mL). Falla virológica = >200 copias confirmadas → genotipo de resistencias (el Sanger solo ve variantes ≥~20 % de la cuasiespecie, PMID:23446628).
VHB: fases e indicación de tratamiento	Suero: HBV-DNA en UI/mL	<2 000 = portador inactivo; ≥2 000 (HBeAg−) o ≥20 000 (HBeAg+) con ALT elevada = tratar (AASLD 2018, PMID:29405329; EASL usa los mismos cortes).
VHB: embarazo	Suero: HBV-DNA en el 3.er trimestre	Con >200 000 UI/mL, TDF reduce la transmisión madre-hijo de 18 % a 5 % pese a vacuna + inmunoglobulina (Pan, NEJM 2016, PMID:27305192).
VHC: confirmación y cura	Suero: HCV-RNA (reflejo automático tras anti-VHC+)	El RNA define infección activa (el anticuerpo persiste tras la cura). SVR12 = cura: 99.7 % de quienes la alcanzan mantienen SVR24 (PMID:25314116).
CMV post-trasplante	Plasma EDTA: qPCR en UI/mL (OMS NIBSC 09/162)	HSCT: monitoreo semanal semanas 1–100; umbrales preemptive orientativos ~250–500 UI/mL (HSCT) y ~1 000 (SOT renal/hepático). La tendencia manda: duplicación <1 semana = replicación activa; respuesta = caída ≥1 log₁₀ a las 2 semanas.
BKV post-trasplante renal	Plasma: qPCR seriada (tamizaje trimestral los 2 primeros años)	>10⁴ copias/mL: sensibilidad y especificidad 93 % para nefropatía histológica y VPN 100 % (PMID:21114642); la confirmación y graduación son por biopsia.
VEB post-trasplante (PTLD)	Plasma: PCR cuantitativa de DNA de VEB	Monitoreo mensual el primer año en D+/R− pediátrico; la cinética ascendente precede a la enfermedad linfoproliferativa y guía la reducción de inmunosupresión.
HHV-6: ¿reactivación o ciHHV-6?	Sangre/plasma + PCR digital	Carga enorme y constante con razón virus/célula = 1 confirma integración cromosómica (~1 % de la población), no infección activa (PMID:24594780); evita tratamientos innecesarios.
Adenovirus post-TCPH	Sangre periférica: qPCR seriada	El DNA en sangre precede en >3 semanas (mediana) a los síntomas de enfermedad diseminada y su positividad se asocia a mortalidad (PMID:12702513); no hay umbral universal — se responde a la cinética ascendente.
Parvovirus B19	Suero: PCR cuantitativa (UI/mL)	>10⁹ UI/mL en la infección aguda y hasta 10¹⁴ en la crisis aplásica; <10⁴ UI/mL = DNAemia residual no infecciosa (umbral transfusional, PMID:12037048).

Errores frecuentes

Comparar copias/mL entre plataformas o laboratorios sin calibración al estándar OMS — y aun con ella, cambiar de laboratorio a mitad del seguimiento (variabilidad ~0.5 log₁₀).
Viruria BK ≠ nefropatía BK: la viruria es sensible pero inespecífica; quien descarta es el plasma (VPN 100 %) y quien confirma es la biopsia.
Medir CMV en sangre total y compararlo con series en plasma: el DNA latente intracelular infla el resultado.
Usar la carga plasmática de CMV para diagnosticar retinitis o colitis: la enfermedad tisular cursa con viremia mínima o nula — fondo de ojo y biopsia, respectivamente.
Seguir pidiendo RNA-VHC tras SVR12 «para confirmar la cura», o interpretar el anti-VHC persistente como infección activa.

Fuentes: apuntes research A1 (carga viral CMV, wiki), A3/A4 (fichas), B1 (hepatitis), B2 (adenovirus), B4 (BKV, B19, estándares NIBSC), B6 (VIH). PMIDs clave: PMID:27179913 · PMID:29405329 · PMID:27305192 · PMID:25314116 · PMID:21114642 · PMID:24594780 · PMID:12702513 · PMID:12037048 · PMID:23446628.

04Detección de antígenosproteína viral directa, sin amplificar

La detección de antígenos busca la proteína viral misma: ni el genoma ni la respuesta del huésped. El formato de laboratorio es el EIA/ELISA sándwich —un anticuerpo monoclonal de captura fijado al pocillo atrapa el antígeno y un segundo anticuerpo conjugado con enzima genera la señal— y su versión de gabinete es la inmunocromatografía. Ambos comparten la misma consecuencia: al no haber amplificación, la sensibilidad depende por completo de la carga antigénica. Por eso rinden donde el virus abunda: mucosa respiratoria del lactante, heces en la gastroenteritis, sangre en la antigenemia.

Más rápido y barato que un NAAT, pero menos sensible: es la contraprestación universal de esta familia de pruebas.
Funciona mejor con antígenos producidos en exceso: la NS1 secretada del dengue, el p24 que aparece antes que el anticuerpo en el VIH, el HBsAg en partículas subvirales muy por encima de los viriones completos.
Un negativo con sospecha alta no cierra el caso: escala a molecular.

Figura 4. ELISA sándwich paso a paso. La regla de oro: la señal es proporcional a la carga antigénica — por eso estas pruebas ganan en el lactante, en heces y en la antigenemia, y pierden en el adulto o en la fase tardía.

Escenario / virus	Muestra y prueba	Rendimiento y matiz
Dengue, días 1–7	Suero: NS1 por ELISA	S 74–82 %, E 99–100 %. Cae en infección secundaria (57–66 %) y con DENV-4; la IgG previa reduce la detección. Positiva más días que el RNA.
Dengue, campo o urgencias	NS1 en inmunocromatografía (RDT)	S 38–72 %. La tríada rápida NS1+IgM+IgG alcanza sensibilidad combinada ~90 %.
VIH, tamizaje	Ag p24 dentro del ensayo Ag/Ac de 4.ª generación	Cierra la ventana a 18–45 días. Tamizaje reactivo con diferenciación negativa = infección aguda o falso positivo: lo resuelve la NAT (algoritmo CDC).
VHB	HBsAg en suero	Marcador central del tamizaje (panel triple CDC 2023). Positivo >6 meses = infección crónica; su desaparición antes de que aparezca anti-HBs deja la «ventana».
Rotavirus	EIA de VP6 en heces frescas	S 78–84 % frente a PCR (no 90 %), E 98–100 %. Positivo por excreción de cepa vacunal 7–15 días tras la dosis en el lactante.
Adenovirus entérico 40/41	EIA en heces	Prueba de elección porque no crecen en cultivo. Rendimiento puntual: sin dato verificable (uso cualitativo); la positividad puede ser excreción residual.
Norovirus	EIA de cápside en heces	S 50–75 %: solo orienta en brotes con varias muestras; todo negativo se confirma por RT-qPCR (CDC 2024).
VSR	Antígeno rápido/EIA en hisopado nasofaríngeo	80–90 % en lactantes (alta carga viral) frente a 29 % en adultos: en el adulto el negativo no descarta — pedir PCR.
Astrovirus / sapovirus	EIA de cápside en heces	Menos sensible que la RT-PCR; útil en vigilancia y brotes sin biología molecular.
Lassa, fase temprana	ELISA de antígeno en sangre	Rendimiento máximo temprano, cuando la antigenemia es alta; indetectable en fases tardías. Se combina con serología.
Contraste fuera de la virología	CrAg en LCR, antígeno urinario (Legionella, histoplasma)	Mismo principio EIA/flujo lateral aplicado a hongos y bacterias; no son pruebas virales, pero el razonamiento de lectura es idéntico.

Errores frecuentes

Descartar influenza o SARS-CoV-2 con un antígeno negativo en el hospitalizado o en fase tardía: la guía IDSA prohíbe usarlo para descartar influenza en hospitalizados; confirmar con RT-PCR y no retrasar el antiviral.
Leer un NS1 negativo como «no es dengue» después del día 3, en segunda infección o con DENV-4 — justo donde la sensibilidad cae.
Olvidar la excreción vacunal de rotavirus: un EIA positivo en el lactante recién vacunado no es gastroenteritis por virus silvestre.
Usar el EIA de norovirus para el caso esporádico: está formalmente contraindicado; su lugar es el brote, con confirmación molecular.

Fuentes: A1-metodos-wiki.md §6 (antígenos: sin fuente en vault), A3-fichas-dna.md (adenovirus, hepadnavirus), A4-fichas-rna.md (reovirus, calicivirus, flavivirus, pneumovirus, arenavirus), B2-respiratorios.md (VSR: PMID:26354816; influenza: PMID:30566567), B3-gastrointestinales.md (rotavirus: PMID:30602277, PMID:31346474; norovirus CDC 2024), B5-arbovirus-fh.md (NS1: PMID:19156192, PMID:25330157, PMID:24728377, PMID:35988010), B6-retro-exantemas.md (ventanas VIH, CDC 2025).

05Pruebas rápidas de punto de atenciónrespuesta en minutos, sensibilidad limitada

La prueba rápida clásica es la inmunocromatografía de flujo lateral: la muestra migra por capilaridad, arrastra anticuerpos conjugados y el antígeno (o el anticuerpo del paciente) queda retenido en la línea de prueba (T); la línea de control (C) solo valida que la corrida funcionó. Resultado en 15–30 minutos, sin equipo ni cadena de frío. Los NAAT rápidos —isotérmicos (ID Now) o en cartucho (Xpert Xpress)— forman una categoría intermedia: la velocidad de la rápida con sensibilidad cercana a la PCR (~91 % como clase en virus respiratorios).

Especificidad alta (~98–99 %) → sirven para CONFIRMAR (rule-in): un positivo en contexto compatible es casi siempre verdadero.
Sensibilidad modesta → sirven mal para DESCARTAR (rule-out): el negativo con sospecha alta exige prueba molecular.
VPP y VPN no son propiedades de la prueba: dependen de la prevalencia. Con prevalencia de 0.5 %, el VPP del antígeno de SARS-CoV-2 en asintomáticos cae a 38–52 %.

Figura 5. Anatomía de una tira de flujo lateral y sus tres lecturas. Una tira sin línea C no es negativa: es inválida y se repite.

Escenario / virus	Muestra y prueba	Rendimiento y matiz
Influenza, ambulatorio	RIDT en hisopado nasofaríngeo	S 62.3 %, E 98.2 % (Chartrand 2012). Mejor en niños (66.6 %) que en adultos (53.9 %) y en A (64.6 %) que en B (52.2 %). Muestra en las primeras 24–72 h.
Influenza, hospitalizado	NAAT rápido (ID Now, Xpert)	S 91.6 % como clase. IDSA: prueba molecular sobre RIDT; el antígeno no se usa para descartar en hospitalizados.
SARS-CoV-2, sintomático	Antígeno rápido nasal	S 73 %; semana 1: 80.9 % vs semana 2: 53.8 %; con carga alta (Ct ≤25): 94.5 %. E ~99 % (Cochrane 2021/2022).
SARS-CoV-2, asintomático	Antígeno rápido nasal	S 54.7 %. En baja prevalencia (0.5 %) el VPP cae a 38–52 %: no sirve para tamizar sin exposición.
SARS-CoV-2, urgencias	ID Now vs Xpert Xpress	S 73 % vs 100 % (Cochrane 2021): la plataforma importa; no generalizar «>90 %» a toda la clase.
VIH, tamizaje comunitario	Rápida de anticuerpos (sangre/saliva)	Ventana 23–90 días. Toda reactiva entra al algoritmo CDC: inmunoensayo de 4.ª gen → diferenciación VIH-1/2 → NAT.
Ébola, triaje en brote	OraQuick (antígeno)	S 57–62 % en campo, E ~98 %: ninguna RDT cumple el perfil TPP-OMS. Estratifica riesgo mientras llega la RT-PCR; no descarta.
Encefalitis japonesa	RDT de IgM	S 2.1–51.4 %: desempeño deplorable. No usar; el MAC-ELISA en suero/LCR sigue siendo el estándar.
Dengue	RDT de NS1 (± IgM/IgG)	S 38–72 % sola; la combinación de los tres analitos llega a ~90 %. Especificidad NS1 76–100 %.

Errores frecuentes

Dar de alta al hospitalizado con RIDT de influenza o antígeno de SARS-CoV-2 negativo: con clínica compatible se trata y se confirma con molecular.
Tamizar asintomáticos en baja prevalencia: el VPP se desploma y la mayoría de los positivos son falsos.
Pedir una rápida de VIH para «descartar» una exposición de hace 2 semanas: la ventana de las rápidas de anticuerpos llega a 90 días.
Cerrar un caso sospechoso de ébola con OraQuick negativa, o de JEV con una RDT de IgM: ninguna de las dos fue diseñada para descartar.

Fuentes: B2-respiratorios.md (RIDT influenza: PMID:22371850; NAAT rápidos: PMID:28869986, PMID:30689772; SARS-CoV-2: PMID:33760236, PMID:35866452), B5-arbovirus-fh.md (ébola: PMID:35298901, PMID:37084479; JEV: PMID:29244182; NS1: PMID:25330157, PMID:35988010), B6-retro-exantemas.md (ventanas VIH y algoritmo CDC/APHL 2014), A4-fichas-rna.md (orthomyxo, coronavirus, flavivirus).

06Serología: IgM, IgG, seroconversión y avidezla respuesta del huésped

La serología mide la respuesta del huésped, no al virus. Los formatos dominantes son el EIA/CLIA de unión y el MAC-ELISA (captura de IgM: una anti-IgM en fase sólida retiene la IgM del paciente, lo que reduce la competencia de la IgG y la interferencia del factor reumatoide — formato estándar para dengue, zika, WNV, JEV y sarampión).

IgM = infección reciente, con tres trampas: persiste (dengue ~3 meses; WNV meses en suero y 1–2 años en LCR), cruza (reactividad entre flavivirus y entre alfavirus; falsos positivos con parvovirus B19, HHV-6 y factor reumatoide) y reaparece en reactivaciones.
IgG pareada con aumento ≥4× entre suero agudo y convaleciente (2–3 semanas) = seroconversión: confirmación retrospectiva. La IgG en muestra única solo documenta exposición.
Avidez de IgG: los anticuerpos maduran con el tiempo. Avidez baja = primoinfección reciente (en CMV, durante 18–20 semanas); avidez alta la excluye. Su mayor valor clínico es descartar infección reciente en el embarazo (rubéola, CMV, toxoplasma).
En el inmunodeprimido la serología falla (VHE, flavivirus, sarampión, B19): la única vía confiable es molecular.

Figura 6. Cinética de IgM e IgG en primoinfección (con la ventana de avidez baja) frente a reinfección o reactivación. Es el patrón que explica la segunda infección por dengue: IgG alta y precoz con IgM escasa.

Escenario / virus	Muestra y prueba	Rendimiento y matiz
VEB (mononucleosis)	Heterófilos (Monospot) + panel VCA-IgM/IgG y EBNA-1	Heterófilos S 70–90 % en adolescentes/adultos, pero negativos en <4 años y en la 1.ª semana. EBNA-1 tarda 6–12 semanas: VCA-IgG+ con EBNA− = infección aguda.
VHB	Panel: HBsAg, anti-HBc IgM, anti-HBs	Aguda = HBsAg+ con anti-HBc IgM+. Ventana = solo anti-HBc IgM (HBsAg ya negativo, anti-HBs aún ausente). Anti-HBs aislado = vacuna; con anti-HBc IgG = infección resuelta.
VHA	IgM anti-VHA	Presente en casi todos al inicio (dura 3–6 meses). El problema es el VPP en baja prevalencia: pedirla solo con clínica de hepatitis o exposición (CDC 2005).
VHC	Anti-VHC (EIA 3.ª gen) con reflejo a RNA	S ~98 %, E hasta 100 %. Persiste tras la cura: no distingue infección activa de resuelta — decide el RNA. Ventana serológica 8–11 semanas.
VHE	IgM anti-VHE + RNA-VHE simultáneos	Desempeño variable por ensayo (AUROC 0.943–0.994). En el inmunodeprimido la serología puede ser plana: el RNA es primera línea.
VHD	Anti-VHD total → HDV-RNA	El anticuerpo tamiza y persiste años; la infección activa la define el RNA. Pedirlo al menos una vez a todo HBsAg+.
Sarampión	IgM + RT-PCR (garganta + orina)	IgM: 77 % si la muestra es ≤72 h del exantema y 100 % a los días 4–11. Las ventanas se complementan: los primeros 3 días son la mejor ventana de PCR.
Rubéola	IgM + avidez de IgG	IgM con pico ≤5 días post-exantema; indetectable los días 0–4 → repetir. Avidez en la embarazada: baja + IgM = criterio confirmatorio CSTE 2024.
Parotiditis	IgM + RT-PCR de hisopo bucal	En vacunados con 2 dosis la IgM solo se detecta en 51 % (9–24 % con ensayos comerciales): IgM negativa no descarta; confirma la detección viral.
Dengue / zika	IgM MAC-ELISA	La reactividad cruzada flaviviral es la regla: toda IgM positiva con dengue previo o vacuna de fiebre amarilla exige PRNT.
WNV / JEV (neuroinvasivo)	IgM en LCR (MAC-ELISA)	Estándar clínico. Persiste meses en suero y 1–2 años en LCR: una IgM positiva no siempre es enfermedad actual.
Hantavirus	ELISA IgM/IgG anti-N	Casi todos llegan ya IgM e IgG positivos. Cuidado con el patrón IgM+/IgG−: falsos positivos descritos.
CCHF	IgM + RT-PCR	IgM S 87.8–93.9 %, pero los casos fatales y los primeros días no seroconvierten: ahí manda el RNA en sangre.
Lassa	IgM ELISA	Inútil como tamiz: S 57 %, E 77 %. Ante sospecha, RT-PCR en centro de referencia sin importar la IgM.
Chikungunya	IgM por captura (tras la 1.ª semana)	CDC: toda IgM positiva se confirma con neutralizantes. Trampa analítica: falsos negativos por crioglobulinas; incubar el suero 2 h a 37 °C.
Fiebre amarilla	IgM MAC-ELISA	Desempeño puntual: sin dato verificable — interpretar cualitativamente y confirmar con PRNT por el cruce flaviviral.
Parvovirus B19	IgM + IgG (± avidez)	IgM positiva en >90 % al día 3 del exantema o de la crisis aplásica (dura 2–3 meses); IgG desde el día 7 y en >50 % de la población: sola no diagnostica nada.
HTLV-1/2	EIA → Western blot / PCR	El EIA tamiza; el Western confirma y la PCR distingue HTLV-1 de HTLV-2 y resuelve los indeterminados.
CMV / rubéola / toxoplasma en embarazo	Avidez de IgG	Baja = primoinfección reciente (CMV: hasta 18–20 semanas); alta excluye infección de los últimos ~3 meses — el dato que cambia la conducta obstétrica.

Errores frecuentes

Leer una IgM aislada como infección aguda sin preguntar por persistencia, reactividad cruzada ni reactivación: en zona endémica de flavivirus, sin PRNT no hay diagnóstico.
Confiar en la serología del inmunodeprimido (VHE, sarampión, B19, flavivirus): puede ser plana aun con enfermedad — la vía es molecular.
Llamar «infección activa» a una IgG positiva (VHC curado, VHE, B19, VEB con EBNA+): la IgG documenta memoria, no actividad.
Pedir IgM de rubéola en tamizaje prenatal de rutina: en baja prevalencia dominan los falsos positivos; se pide con sospecha clínica y se complementa con avidez.
Usar heterófilos en menores de 4 años: negativos por inmadurez de la respuesta — pedir serología VCA/EBNA.

Fuentes: A3-fichas-dna.md (VEB, VHB, B19), A4-fichas-rna.md (flavivirus, exantemas, bunyavirales, arenavirus, retrovirus), B1-hepatitis.md (VHA: PMID:15889006; VHB: PMID:36893044; VHC: PMID:11264728; VHD: PMID:37364791; VHE: PMID:24210958), B4-herpes-polioma.md (avidez: PMID:9220166, PMID:2723615; heterófilos: PMID:2987785), B5-arbovirus-fh.md (CCHF: PMID:23171700; Lassa: PMID:23661877; zika: PMID:33080935; chikungunya: PMID:19190731), B6-retro-exantemas.md (sarampión: PMID:8985220; parotiditis: PMID:23324519; HTLV: PMID:30633358).

07Neutralización, PRNT e inhibición de la hemaglutinaciónel árbitro de la reactividad cruzada

La neutralización mide anticuerpos funcionales: los que impiden que el virus infecte células. En el PRNT (plaque reduction neutralization test) se incuban diluciones seriadas del suero con una cantidad fija de virus y se siembran sobre monocapas celulares: donde el suero no neutraliza, cada partícula infecciosa forma una placa. El título es la última dilución que reduce ≥50–90 % de las placas (PRNT50/PRNT90) respecto al control sin suero.

El árbitro de la reactividad cruzada: un título ≥4× mayor contra un virus que contra sus vecinos identifica al infectante entre flavivirus (dengue/zika/WNV/JEV) y entre alfavirus. Sueros de primoinfección por dengue no neutralizan zika; solo 23 % de infecciones repetidas muestran cruce débil.
Límite en zonas hiperendémicas: con alta prevalencia de anticuerpos anti-dengue y anti-zika, el PRNT no logra confirmar una proporción significativa de las IgM positivas (CDC 2025).
HAI (inhibición de la hemaglutinación) para influenza: el suero bloquea la aglutinación de eritrocitos por la hemaglutinina. Título ≥1:40 = correlato de protección (estándar regulatorio vacunal); seroconversión = aumento ≥4× en pares, retrospectiva. Es el eje de la vigilancia de deriva antigénica que decide la composición anual de la vacuna.
Fijación de complemento: caballo de batalla histórico de la serología viral, desplazada por EIA/CLIA; su nicho vigente es fúngico (FC en LCR para meningitis coccidioidal), no viral.

Figura 7. Lectura de un PRNT50. Con 16 placas en el control, la última dilución que deja ≤8 es el título. La confirmación de infección reciente exige además un cambio ≥4× entre sueros pareados o un título ≥4× mayor que contra los virus vecinos.

Escenario / virus	Muestra y prueba	Rendimiento y matiz
Dengue / zika	PRNT tras IgM positiva	Título ≥4× sobre los flavivirus vecinos identifica al infectante. En zonas con alta prevalencia de neutralizantes, no confirma una proporción significativa de IgM+.
Fiebre amarilla / WNV / JEV	PRNT confirmatorio	WNV: confirmación con cambio ≥4× en pares separados 2–3 semanas; indicado con exposición a flavivirus cruzados, casos atípicos o fuera de temporada.
Chikungunya / Mayaro	PRNT entre alfavirus	Resuelve el cruce por epítopos compartidos del ELISA de unión; Mayaro depende del laboratorio de referencia, sin ensayos comerciales validados.
Serogrupo California (La Crosse)	PRNT o IgM en LCR	El PRNT es lo único que separa La Crosse de sus primos con reacción cruzada; alternativa: IgM por captura en LCR.
Oropouche	RT-PCR o pares serológicos	OPS 2024: confirmado por RNA o por seroconversión/aumento ≥4× en pares (convaleciente >14 días). No existe prueba rápida.
Influenza	HAI en sueros pareados	Seroconversión ≥4×, retrospectiva — no sirve para la decisión aguda (IDSA). Su rol real: vigilancia de deriva antigénica e inmunogenicidad vacunal (título ≥40).
Sarampión	PRNT	Estándar de oro de protección (inmunidad), técnicamente exigente; el diagnóstico agudo es IgM + RT-PCR.
Poliovirus	Neutralización — histórica	La tipificación por neutralización con sueros de referencia fue reemplazada por la secuenciación de VP1.
Adenovirus	Neutralización serológica — engaña	Solo mide epítopos pequeños de la cápside; desde 2011 el estándar de tipificación es secuenciación genómica.
Fijación de complemento	Sueros pareados — histórica	Desplazada por EIA/CLIA. Nicho vigente solo fúngico: FC en LCR para meningitis coccidioidal.

Errores frecuentes

Pedir PRNT de rutina: es lento, exige cultivo celular y contención, y solo se justifica con IgM positiva y necesidad real de especie (embarazo, caso atípico, vigilancia).
Interpretar una IgM de dengue/zika/WNV sin PRNT en zona endémica — y también creer que el PRNT siempre resuelve: en zonas hiperendémicas la neutralización basal deja casos indeterminados.
Usar la serología (HAI) para diagnosticar influenza aguda: es retrospectiva por diseño; la decisión aguda es clínica y molecular.
Exigir fijación de complemento para un virus: método histórico; si el laboratorio la ofrece hoy, es para coccidioides, no para virología.

Fuentes: A3-fichas-dna.md (adenovirus), A4-fichas-rna.md (togavirus, bunyavirales, paramyxovirus, picornavirus), B5-arbovirus-fh.md (PRNT y cruce dengue-zika: PMID:28418292; WNV CDC 2025; Oropouche OPS 2024; Mayaro: PMID:10028074), B7-metodos-modernos.md (HAI: PMID:21692672, PMID:15088777; FC: PMID:29955859; IDSA influenza: PMID:30566567).

08Cultivo viral, shell vial e inmunofluorescenciadel estándar de oro al museo

Cultivo celular: el virus tiene que crecer

El aislamiento en cultivo celular fue durante décadas el estándar de oro del diagnóstico viral (Leland & Ginocchio 2007, PMID:17223623). El principio: inocular la muestra en monocapas de células permissivas (Vero, HEp-2, MDCK, fibroblastos humanos) y esperar el efecto citopático (ECP) —redondeamiento y refracción del enterovirus, sincitios del VSR y el VHS, «racimos de uvas» del adenovirus— que después se confirma con anticuerpos específicos.
Su ventaja irreemplazable: entrega un aislamiento viable. Eso permite pruebas fenotípicas de susceptibilidad antiviral, caracterización antigénica y molecular de cepas (vigilancia de influenza y selección de la cepa vacunal), distinción entre virus vivo y muerto, y captura de lo que la PCR dirigida no está buscando.
Preanalítica (IDSA/ASM 2018): medio de transporte viral sobre hielo húmedo; si el procesamiento se demora >48 h, congelar a −80 °C; hisopos flocados preferidos.

Shell vial: centrifugar para ganar días

Inoculación por centrifugación a baja velocidad sobre la monocapa en viales, con detección de antígenos tempranos mediante anticuerpos monoclonales fluorescentes, sin esperar al ECP.
Serie clásica de CMV (Gleaves 1985, PMID:2982911): detección a las 16 h frente a una media de 9 días del cultivo en tubo; de 770 muestras, 124 positivas por shell vial contra 88 por cultivo convencional, prácticamente sin casos positivos en tubo y negativos en shell vial: «tan específico como, y más sensible que, el cultivo convencional».

Inmunofluorescencia directa (DFA): el anticuerpo fluorescente sobre la muestra

Monoclonales conjugados con fluorocromo aplicados directamente sobre células del hisopado nasofaríngeo, citocentrifugado o BAL; lectura en microscopio de fluorescencia en 1–4 h y con la ventaja de valorar la calidad celular de la muestra.
Desempeño representativo en 445 hisopados (Landry 2014, PMID:24850350): DFA detectó 132/199 positivos, sensibilidad 66.3 % y especificidad 99.6 %, frente a 100 % de la PCR de referencia (P = 0.0001).
La guía IDSA de influenza 2019 lo zanja: en hospitalizados no usar inmunofluorescencia salvo que no haya ensayo molecular disponible (A-II), y confirmar los negativos con RT-PCR (PMID:30566567).

Los nichos donde el cultivo sigue vivo

Vigilancia de poliomielitis: cultivo de heces en células L20B (ratón transgénico que expresa el receptor humano CD155), con selectividad de ~91 % (117/129 aislamientos fueron poliovirus; PMID:23427441), seguido de PCR intratípica y secuenciación de VP1.
Susceptibilidad antiviral fenotípica y caracterización de cepas circulantes.
Rabia y virus emergentes sin ensayo molecular disponible: el cultivo recupera al desconocido.
Fiebres hemorrágicas: solo BSL-4. El cultivo de CCHF, arenavirus o filovirus es un riesgo ocupacional real: 2 de los 6 casos conocidos de Sabiá se adquirieron en el laboratorio. Las muestras de CCHF se procesan solo en máxima contención; una vez inactivadas, pueden manipularse en bioseguridad básica (OMS).

Figura 8. El salto del shell vial: la centrifugación del inóculo más la lectura de antígenos tempranos con monoclonales fluorescentes redujo el diagnóstico de CMV de una media de 9 días a 16 horas, con mayor sensibilidad que el tubo. Ni con esa mejora el cultivo compitió con la PCR; hoy sobrevive donde se necesita el virus vivo.

Escenario / virus	Muestra y prueba	Rendimiento y matiz
VHS	Raspado de lesión: cultivo en fibroblastos	Crece con facilidad, pero la PCR es 4 veces más sensible en lesión mucocutánea (PMID:14593592) y en LCR de encefalitis el virus se aísla en <5 % de los casos. Se conserva para tipificar y estudiar resistencia a antivirales.
CMV	Shell vial (histórico)	16 h frente a 9 días; 124 frente a 88 positivos de 770 (PMID:2982911). Hoy desplazado por la PCR cuantitativa en plasma calibrada al estándar OMS.
Enterovirus	LCR: cultivo frente a NAAT	Cultivo sensibilidad 65–75 % contra >95 % de la NAAT (PMID:29955859); la PCR acorta estancia hospitalaria y días de antibiótico (PMID:10819951).
Influenza	Hisopado nasofaríngeo: DFA	Serie Landry: sensibilidad 66.3 %, especificidad 99.6 % frente a 100 % de la PCR (PMID:24850350). IDSA 2019: solo si no hay molecular disponible, confirmando los negativos. El cultivo en MDCK queda para caracterización de cepas y composición vacunal.
VSR	DFA / antígeno en hisopado	En lactantes el antígeno rinde por la carga alta; en adultos la DFA alcanzó 83 % frente a RT-PCR (PMID:36661222). Cultivo en HEp-2 con ECP sincitial: histórico.
VVZ	Raspado de lesión: cultivo	Crece mal: sensibilidad 44 % frente a 83 % del cultivo de VHS (PMID:1328700) y <50 % en lesiones costradas. La PCR de la lesión es la prueba de elección.
Poliovirus	Heces ×2–3: cultivo en L20B + PCR intratípica + secuenciación de VP1	Estándar de la vigilancia global de parálisis flácida aguda (PMID:25905895). Selectividad de L20B ~91 %; el 9 % restante son enterovirus no polio, de ahí la confirmación molecular (PMID:23427441).
CCHF, arenavirus, filovirus, Nipah	Cualquier muestra: cultivo	Contraindicado fuera de BSL-4; el diagnóstico es por RT-PCR y serología de laboratorios de referencia. 2 de los 6 casos de Sabiá fueron intralaboratorio (ficha arenaviridae).

Errores frecuentes

Enviar muestras con sospecha de CCHF, arenavirus (Lassa, Junín, Machupo, Chapare, Guanarito, Lujo, Sabiá), Nipah/Hendra o filovirus al laboratorio general sin avisar. Avisar al laboratorio es un acto diagnóstico: cambia la contención, el procesamiento y la ruta de referencia, y evita el contagio ocupacional clásico.
Pedir cultivo de LCR para descartar encefalitis por VHS: se aísla en <5 % de los casos; la prueba es la PCR.
Leer el ECP como identificación: el patrón orienta al grupo, pero la especie la confirma el anticuerpo específico o la PCR.

Apuntes research B7 §c–d (cultivo, shell vial y DFA: PMID:2982911 · 24850350 · 29955859 · 17223623 · 30566567), B3 §5 (polio y L20B: PMID:23427441 · 25905895), B4 §1 (PMID:14593592), B2 §5 (PMID:36661222), A4 (fichas picornaviridae, arenaviridae, filoviridae, pneumoviridae y orthomyxoviridae).

09Citología, histopatología y microscopía electrónicaver el daño y al virus

El daño tisular como firma morfológica

Muchos virus dejan una firma en la célula: cuerpos de inclusión intranucleares o intracitoplásmicos, células gigantes multinucleadas, núcleos en vidrio esmerilado. La cito-histopatología es rápida y barata, pero inespecífica y de sensibilidad moderada (60–75 % en la mejor serie); hoy es complementaria y la confirmación corresponde a la NAAT o a la detección antigénica específica (PMID:29955859).
La inmunohistoquímica convierte la morfología en diagnóstico: en CMV, la histología con IHQ en biopsia sigue siendo el estándar de la enfermedad tisular, porque la carga plasmática solo se correlaciona moderadamente con el daño del órgano blanco (consenso Kotton 2018, PMID:29596116).
Frotis de Tzanck: raspado de la base de la vesícula con Giemsa o Wright; busca células gigantes multinucleadas, moldeo nuclear y marginación de la cromatina. Serie prospectiva de 83 casos (Nahass 1992, PMID:1328700): positivo en 60 % de los VHS y 75 % de los VVZ; la PCR rindió 73–83 % (VHS) y 88–97 % (VVZ). No distingue VHS de VVZ.

Microscopía electrónica: ver al virus

La tinción negativa de rutina exige 10⁶–10⁸ partículas/mL: un negativo no descarta (PMID:12643823). Su ventaja única es la «vista abierta»: identificación morfológica sin hipótesis previa ni reactivos específicos, incluso en muestras «sucias» como heces o líquido vesicular.
Hitos: nació para el diagnóstico rápido de la viruela frente a la varicela (PMID:10405897), y en 1972 descubrió el virus de Norwalk —hoy norovirus— por inmunomicroscopía electrónica en heces de un brote (PMID:4117963).
Papel actual: centros de referencia, brotes por agentes desconocidos y bioseguridad —tras 2001 se reposicionó para separar poxvirus de herpesvirus en lesiones sospechosas mientras llega el molecular (PMID:12775503)—. No distingue especies de orthopoxvirus (viruela, mpox, vaccinia): exige confirmación molecular (PMID:29565285).

Figura 9. Galería de cuerpos de inclusión y cambios citopáticos de examen. Regla de lectura: la inclusión orienta al grupo viral, pero la especie la confirma la PCR o la IHQ — el Cowdry A y la multinucleada son idénticos en VHS y VVZ, y la decoy cell no distingue BK de CMV o adenovirus.

Escenario / virus	Muestra y prueba	Rendimiento y matiz
Rabia	Cerebro postmortem: DFA e histopatología; piel de nuca: RT-PCR + DFA	Cuerpos de Negri en neuronas de hipocampo y Purkinje (prueba histórica). El estándar postmortem es la DFA en tejido cerebral fresco (OMS 2018). Antemortem, la biopsia de nuca con folículos da sensibilidad ≥98 % y especificidad 100 % por RT-PCR (PMID:18937576).
CMV	Biopsia (colon, esófago, médula): histología + IHQ	«Ojo de búho» con inclusiones citoplásmicas. La IHQ es el estándar de enfermedad tisular: la colitis o esofagitis por CMV puede cursar con viremia nula.
VHS / VVZ	Tzanck de la base de la vesícula	Multinucleadas y Cowdry A; sensibilidad 60 % (VHS) y 75 % (VVZ), sin distinguir entre ambos (PMID:1328700). Confirmar con PCR del raspado.
BK	Citología urinaria: decoy cells	Núcleo agrandado con gran inclusión basófila: indica infección, no enfermedad, y también aparece con CMV y adenovirus. La nefropatía exige carga plasmática >10⁴ copias/mL (sensibilidad y especificidad 93 %) y biopsia con IHQ.
JC / LMP	Biopsia cerebral	Especificidad 100 %, sensibilidad 64–96 %. Se reserva para clínica y RM compatibles con PCR de JCV en LCR negativa.
VPH	Citología cervical (Papanicolaou)	El coilocito es el sello. Sensibilidad clásica 30–90 %; en ATHENA, 53.3 % para CIN3+ frente a 92 % de la prueba de VPH (PMID:21865084).
Molusco contagioso	Raspado o biopsia de la lesión	Cuerpos de Henderson-Patterson en la capa espinosa; diagnóstico clínico-histopatológico. El virus no crece en cultivo estándar.
VHB	Biopsia hepática	Hepatocitos en vidrio esmerilado (ground-glass): acumulación de HBsAg en el retículo endoplásmico del portador crónico.
Parvovirus B19	Médula ósea	Pronormoblastos gigantes con inclusión nuclear eosinofílica y desaparición del resto de la serie eritroide: la firma de la crisis aplásica.
Adenovirus	Tejido: histología + IHQ	«Smudge cells»: inclusiones basófilas que borran la membrana nuclear; a diferencia del CMV, sin células gigantes ni inclusiones citoplásmicas.
Mpox y otros poxvirus	Líquido vesicular o costra: ME de tinción negativa	Separa ortopoxvirus (ladrillo) de parapoxvirus (ovoide) y herpesvirus; fue diagnóstica en 23 de 24 cowpox. No identifica la especie: confirmación molecular.

Errores frecuentes

Leer un Tzanck positivo como VHS: también sale positivo en VVZ (y el sarampión produce sus propias células gigantes de Warthin-Finkeldey). La especie la da la PCR.
Tomar decoy cells como nefropatía por BK: solo dicen infección. La nefropatía se define con carga plasmática y biopsia, que además tiene hasta 30 % de falsos negativos por focalidad.
Descartar por una ME negativa: por debajo de 10⁶ partículas/mL el virus es invisible al método.

Apuntes research B7 §e–f (microscopía electrónica y cito-histopatología: PMID:12643823 · 10405897 · 4117963 · 12775503 · 29565285 · 1328700 · 29955859 · 29596116), B6 §6 (rabia: PMID:18937576; OMS TRS 1012), B4 §5 y §7 (PMID:15912088 · 21865084), A3 (fichas polyomaviridae, papillomaviridae, poxviridae, parvoviridae, adenoviridae, herpesviridae-alfa y herpesviridae-beta), A2 (patógenos wiki).

10Secuenciación: metagenómica y resistenciascuando el menú cerrado no basta

mNGS: secuenciar todo lo que haya en la muestra

Secuenciación masiva no dirigida de todo el DNA/RNA extraíble; los reads se alinean contra bases de datos con todos los patógenos conocidos en una sola prueba, sin hipótesis previa (PMID:30355154). El problema inherente: el fondo humano domina —la inmensa mayoría de los reads son del huésped— y hay que restarlo in silico.
Caso fundacional (NEJM 2014, PMID:24896819): adolescente con inmunodeficiencia combinada severa y encefalitis sin diagnóstico; el mNGS de LCR encontró 475 de 3 063 784 reads (0.016 %) de Leptospira, con resolución tras tratamiento dirigido.
Validación clínica UCSF (PMID:30992304): sensibilidad 73 % y especificidad 99 % en serie retrospectiva (92 % y 96 % en prospectiva); la hemólisis y el exceso de ácido nucleico del huésped reducen la sensibilidad.
Estudio multicéntrico NEJM 2019 en 204 pacientes graves (PMID:31189036): el mNGS aportó 13 de 58 diagnósticos (22 %) que las pruebas del hospital no habían hecho —7 de 13 cambiaron el tratamiento—, pero no detectó 26 de 58 infecciones (45 %): 11 se diagnosticaron solo por serología, 7 solo en tejidos distintos del LCR y 8 por títulos bajos. Complementa, no sustituye.
La guía IDSA/ASM 2018 advierte que el gasto y los retos de interpretación han impedido su uso extendido; la mayoría de los ensayos son pruebas desarrolladas por el laboratorio con desempeño variable (PMID:29955859).

PCR digital (ddPCR): contar gotas, no curvas

La reacción se particiona en miles de microgotas; cada una es positiva o negativa y la estadística de Poisson da cuantificación absoluta sin curva de calibración, con menor susceptibilidad a inhibidores (PMID:24724628).
ciHHV-6: ~1 % de la población porta el HHV-6 integrado en el genoma de cada célula, lo que produce cargas «enormes y constantes» que se confunden con infección activa. La ddPCR muestra una razón virus/célula ≈ 1 copia y confirma la integración (validado contra FISH; PMID:24594780).
Otros nichos: reservorio proviral del VIH (coeficiente de variación 5 veces menor que qPCR; PMID:23573183) y estandarización de la carga de CMV (menor variabilidad a cargas altas, sin superar la sensibilidad de qPCR; PMID:23224089). No reemplaza a la qPCR de rutina.

Genotipado de resistencias: Sanger contra NGS

El genotipado convencional por Sanger solo detecta variantes presentes en fracción alta de la cuasiespecie (umbral ~20 %); las variantes minoritarias —sobre todo de ITINN— aumentan el riesgo de falla terapéutica (PMID:23446628).
El NGS con umbral del 5 % detectó en promedio 0.5 mutaciones de resistencia adicionales por muestra que Sanger no vio, con concordancia nucleotídica de 99.9 % (PMID:29618499).
VHC: el genotipo fue obligatorio antes de tratar; con los antivirales pangenotípicos es hoy opcional.
Vigilancia genómica: secuenciación de VP1 del poliovirus para distinguir salvaje de derivado de vacuna (PMID:25905895 · 25316847), genotipado de norovirus en brotes y seguimiento de variantes de SARS-CoV-2 e influenza, que alimenta la composición anual de la vacuna.

Figura 10. Flujo del mNGS clínico. Lo que hay que retener: la prueba es agnóstica pero no mágica —la señal del patógeno puede ser una fracción mínima de los reads (0.016 % en el caso fundacional)— y su resultado exige correlación clínica y, a menudo, confirmación ortogonal.

Escenario / virus	Muestra y prueba	Rendimiento y matiz
Encefalitis sin etiología	LCR: mNGS	Sensibilidad 73 %, especificidad 99 % (PMID:30992304); 22 % de diagnósticos adicionales pero 45 % de infecciones no detectadas (PMID:31189036). Destapó la encefalitis por astrovirus —ausente de los paneles de meningitis/encefalitis— y recupera enterovirus y VHS atípicos.
VIH: resistencias	Plasma: genotipo por Sanger o NGS	Sanger ve solo variantes >~20 % de la cuasiespecie; NGS con umbral del 5 % añade 0.5 mutaciones resistentes por muestra (PMID:23446628 · 29618499). Basal en todo paciente nuevo y ante falla virológica.
VHC	Genotipo por secuenciación	Fue requisito previo al tratamiento; con los pangenotípicos es opcional.
Influenza y SARS-CoV-2	Secuenciación genómica de vigilancia	Seguimiento de la deriva y de variantes; en influenza alimenta la composición anual de la vacuna.
Poliovirus	Secuenciación de VP1	Distingue virus salvaje de derivado de vacuna (VDPV) por divergencia genética y mapea rutas de transmisión (PMID:25905895 · 25316847).
Norovirus en brote	Genotipado polimerasa + cápside	Doble tipado (p. ej. GII.4 Sydney[P16]); la red CaliciNet rastrea brotes con esta nomenclatura (CDC 2024).
Adenovirus	Genoma completo + análisis filogenómico	Desde 2011 es el estándar de tipificación; la neutralización serológica clásica puede engañar porque solo mide epítopos de la cápside.
Sarampión	RT-PCR + secuenciación	24 genotipos: separa importado de endémico y, con ensayos específicos, cepa vacunal de silvestre en el vacunado reciente.
HHV-6 integrado (ciHHV-6)	Sangre y tejidos: ddPCR	Razón ≈ 1 copia por célula confirma la integración cromosómica y evita tratamientos innecesarios por cargas falsamente «altas» (PMID:24594780).

Errores frecuentes

Leer un hit de mNGS como patógeno: la contaminación de reactivos y la flora de fondo exigen umbrales de reporte y confirmación ortogonal (PMID:30355154). Los anellovirus (TTV) dominan el viroma del inmunosuprimido y son detectables en >90 % de personas sanas: encontrarlos es un hallazgo esperado, no un diagnóstico.
Dar por descartada la infección con un mNGS negativo: en la serie NEJM 2019 casi la mitad de los diagnósticos se hicieron por serología o por muestras extraneurológicas (PMID:31189036).
Tranquilizarse con un genotipo de VIH por Sanger sin resistencias: lo que está por debajo del ~20 % de la cuasiespecie es invisible al método.

Apuntes research B7 §a–b (mNGS y ddPCR: PMID:30355154 · 24896819 · 30992304 · 31189036 · 29955859 · 24724628 · 24594780 · 23573183 · 23224089), B6 §1 (resistencias VIH: PMID:23446628 · 29618499), B3 §5 (polio VP1/VDPV: PMID:25905895 · 25316847; CaliciNet, CDC 2024), A3 y A4 (fichas anelloviridae, astroviridae, adenoviridae, retroviridae, paramyxoviridae, herpesviridae-beta y flaviviridae).